脑声小店依托于深入的科研洞见，致力于为动物实验提供“简约设备·精准实验”的解决方案。我们突破了高端设备的限制，研发了定制化的手工仪器和配件，巧妙地将基础工具升级为创新的实验方案。我们的产品系列包括行为学实验装置、操作辅助工具等，不仅确保了实验室操作的简便高效，还实现了数据的精细化采集，有力地支持科研人员运用创新思维挖掘简易仪器的科研潜力。
癫痫发作可能呈现为感觉异常、认知功能受损、局部或全身性的抽搐、僵硬、阵挛性发作以及肌阵挛性发作等多种形式；在电生理学检测中，脑电图（EEG）可显示出棘波、棘慢复合波、尖波等类似癫痫的波形，这些波形的特点是突然出现、具有节律性、振幅高且频率快，通常持续大约20秒后便会突然停止。海人藻酸，又称红藻氨酸或海藻氨酸，是从自然界海藻中提炼出来的一种离子型谷氨酸受体激动物质。它具有显著的兴奋性和引发癫痫的能力，主要作用于突触后膜上的非甲基化D-天冬氨酸受体（NMDA），进而引发兴奋性突触后电位，从而诱发癫痫发作。在实验中，对小鼠大脑的海马区域进行单侧注射KA，能够引发其自发且反复的癫痫发作，同时，这种发作还会导致小鼠的认知功能受损，其表现与人类颞叶癫痫患者相仿。这一发现为探索颞叶癫痫的发病机制以及开发新型抗癫痫药物（简称AEDs）提供了一个既好又实用的动物实验模型。
构建动物模型在深入探究癫痫的复杂生物学原理以及促进新型抗癫痫药物的研究开发方面扮演着关键角色。众多研究文献记载了抗药性癫痫动物模型的建立成果，涉及的动物种类包括猫、狗以及斑马鱼等。尽管如此，啮齿类动物，特别是大小鼠，在充当癫痫研究模型方面展现出更高的适用性。电刺激诱发法作为构建颞叶癫痫模型的传统手段，因其在引发癫痫发作方面的高可靠性而广为人知，然而，由于其操作复杂，选择时存在一定的局限性。近年来，随着光遗传学和化学遗传学的技术进步，癫痫模型的构建与调控已实现了前所未有的精确度。化学诱导的动物模型，尽管在控制精度上存在一定局限，但因其操作简便、成本较低，并且能较为逼真地再现疾病的一些特性，在特定研究领域中依然保持着其不可或缺的地位。以KA诱导的模型为例，它能够精确地重现海马硬化的典型组织病理学表现，主要作用于海马边缘区域，因此成为了研究中的常用模型，并且具有成为治疗难度较大的颞叶癫痫动物模型的潜力。
脑声常谈创建了若干个《动物模型构建与行为评估》的交流群组，在这些群组中，成员们会分享各类经典及尖端的行为模式，并就动物实验过程中遇到的难题进行深入交流，共同探讨解决方案，避免陷入误区，减少不必要的弯路。有兴趣的老师可通过扫描二维码添加微信，加入我们的讨论群！
KA诱发慢性癫痫模型
采用腹腔内注射方式，向小鼠体内注入40mg/kg的三溴乙醇进行麻醉，大约在1至5分钟内，小鼠将完全丧失意识，此时即可开始实施实验操作。麻醉成功后，接下来需先剃除小鼠头部毛发，随后将其稳妥地固定在立体定位仪上，使用门齿钳夹紧小鼠的门齿，并将小鼠的双侧耳杆插入以固定其头部，同时调整耳杆的位置以确保固定牢固。将小鼠放置在台面的中心位置，同时对它的门齿和两侧的耳杆进行水平调整，使其处于同一水平面。在固定过程中，需留意观察小鼠的呼吸和心跳是否保持正常，固定完成之后，还需检查其头部是否出现晃动，确保固定稳固，便于后续的钻孔和药物注射操作，具体可参考图1A。（3）进行皮肤准备和头骨暴露：首先用碘伏对小鼠暴露的头皮进行消毒处理，接着用弯剪沿着小鼠头部的矢状线剪开头皮，从而暴露出头皮两侧大约2厘米的皮肤。随后，以3%的过氧化氢溶液去除骨膜，从而显露头骨结构。首先，采用微量注射泵抽取含有500nL的KA溶液（浓度为0.5μg/μL，溶解于生理盐水中），然后将注射泵稳固地固定在立体定位仪上。将微量注射泵的针尖精准对准前囟所在位置，以此点作为坐标的起点，参照FranklinPaxinos小鼠脑图谱（2001年版），在海马体的腹侧CA3区域进行标记，具体坐标为：AP（前矢状位）-3.1毫米，ML（中矢状位）-2.7毫米，DV（后矢状位）-3.0毫米。进行颅骨钻孔：首先将微量注射泵移开，接着使用颅钻在标记的位置进行钻孔，操作过程中需注意力度控制，确保不损伤颅骨下的脑组织，防止引发出血。进行颅内注射：重新定位微量注射泵，先将其移至前囟点，然后再次调整至标记点，确保注射泵针尖准确对准并紧贴钻孔，以每分钟300纳升的速度缓慢推进针头，注射深度达到3.0毫米（深度指示为负3.0毫米）。通过前期预实验中染料的注入验证，我们确定这一深度与海马CA3区相吻合。在完成注射后，需将针头留置5分钟，以防KA溶液回流，随后再缓缓抽出注射泵。对照组的小鼠处理方式与此类似，只需在相同的海马CA3区位置注入生理盐水即可。完成注射后，需检查小鼠头部是否有出血迹象，若无出血，则进行皮肤缝合。缝合处可用碘伏进行消毒处理。（9）将小鼠放置在温度为37℃的加热板上，让其缓慢恢复。
小鼠立体定位手术及颅内注射过程
定制电极的设计中，电极底部配备了两根电极丝，其末端均去除了绝缘材料。这两根电极丝的长度并不相同，彼此间的差距达到了0.5毫米。此外，电极底部还额外设置了一根银丝。在实施三溴乙醇麻醉并使小鼠固定于立体定位仪上后，需暴露其头骨。随后，依照KA注射的步骤，在右侧海马CA3区（AP坐标为-3.1mm，ML坐标为-2.7mm，DV坐标为-3.0mm）的位置进行电极的植入。待电极深入至海马内部3.0mm处，最后使用胶水将其牢固固定。在颅骨的小脑部位钻取一个微小的孔洞，随后缓缓将螺丝钉旋入孔中，注意保持螺丝钉的底部与脑组织之间有适当距离。接着，将电极的银丝缠绕在螺丝钉上，以此作为参考电极。电极安装完毕后，将牙科专用的水泥粉末与液体充分混合，均匀涂抹在电极表面，静置大约10分钟，待水泥凝固固定。手术完成后，需待电极稳固固定，随后将小鼠安置于恒温37℃的加热装置上，以便其逐步恢复。待小鼠恢复至正常状态，便允许其自主生活，随意摄取食物与水。经过一周的适应期，随后进行脑电信号的采集工作。
脑电记录
在电极植入一周之后，即可启动脑电信号的采集工作。通过电线将小鼠的电极与脑电采集设备相连接，每日进行10小时的脑电数据收集，并记录发作的频次及具体时间，具体见图2。在采集完毕后，使用1至50Hz的带通滤波器对脑电图进行筛选。分析及判断工作则由两位经验丰富的脑电图医师或技师负责执行。将脑电图波形急剧上升，同时出现肢体抽搐或强直-阵挛性抽动的现象界定为癫痫发作。需详尽记录小鼠每次癫痫发作的具体时间以及整个过程。
小鼠脑电设备及其连接
行为学观察
回顾时，我们借助脑电和视频资料来观察小鼠的行为。在确认癫痫发作的过程中，必须同步分析脑电数据并观察视频中小鼠的表现，只有当脑电信号与小鼠的行为一致时，才能进行癫痫发作次数的统计以及癫痫脑电信号的分析。至于癫痫发作的严重程度，则依据Racine分级标准进行评估。依据Racine的行为等级划分，小鼠癫痫发作的具体标准包括：一级表现为目光呆滞、动作迟缓及面部肌肉抽动；二级则包括咀嚼动作和有节奏的点头等；三级特征为肌肉阵挛性发作及前肢单侧抬起；四级症状为肌肉阵挛、双前肢抬起、后肢保持站立状态及肢体僵硬；五级症状为双前肢出现阵挛性发作，并伴随失去平衡而跌倒；六级症状为肌肉强直性抽搐，可能发展为癫痫持续状态（SE）或导致死亡。一般情况下，我们将I至III级发作归类为局灶性发作，而将IV级和VI级发作归类为全身性大发作。
在KA注射两周以及电极植入一周后，小鼠步入慢性发作阶段，此阶段小鼠会频繁自发地经历癫痫发作，这构成了慢性期的显著特征。以三只较为理想的小鼠模型为参照，它们的发作呈现出聚集性，具体发作次数详见表1。对三只实验鼠在不同时间段的癫痫发作次数进行了与对照组的对比分析，结果显示在21至27天和35至41天这两个时间段内，存在显著差异，而在14至20天和28至34天这两个时间段内，则没有发现显著性差异。这一发现与脑电检测所揭示的慢性期小鼠癫痫发作的特征相吻合，即发作并非均匀分布，发作次数和时间上缺乏规律性，有时甚至会出现无规律的集中或缺失。小鼠在发作期间，会出现咀嚼动作、迟钝反应以及双侧前肢的痉挛症状，这些构成了其局灶性发作的主要特征。随后，这些症状在短时间内迅速恶化，转变为肢体僵硬、强直性阵挛以及跌倒等全身性的剧烈发作。此类发作的持续时间大约在20至50秒之间，发作过后会自行缓解，而发作的频率则各不相同。
脑电采集设备所记录的EEG数据需经过1至50Hz的带通滤波器处理，而癫痫发作的确诊则需在分析脑电的同时，观察视频中小鼠的行为表现。一旦脑电信号与小鼠行为相符，便可进行癫痫发作次数的统计以及癫痫脑电信号的分析。此外，根据分析需求，还需对视频信息进行观察
